Afin d’améliorer la régénération des plants issus de l’embryogenèse somatique du blé, un milieu d’induction MS + L-Asparagine (MS Asp) qui permet une régénération efficace, reproductible et rapide a été déterminé. La transformation a été initiée sur des embryons immatures en utilisant les techniques d’Agrobacterium et de biolistique. Le plasmide PCGP contenant les gènes Gus et Bar a été utilisé. La transformation génétique du blé par Agrobacterium n’a pas donné de résultats probants. Cependant, par bombardement (biolistique), des embryons transformés ont été obtenus. Après sélection, ils ont produit des plantules via l’embryogenèse somatique. Des expériences ont été réalisées sur deux variétés de blé tendre (Tilila et Arrehane) et deux variétés de blé dur (Marzak et Karim), dans le but de déterminer l’aptitude à produire du tissu embryogène transformé, la capacité de régénération et l’efficacité de transformation génétique du blé. Le test Gus a été appliqué sur les embryons de ces différentes variétés. Les embryons testés des variétés Tilila, Marzak et Karim, ont présenté une coloration bleue qui confirme l’intégration du plasmide PCGP alors que ceux de la variété Arrehane n’ont pas présenté cette coloration et par conséquent, ils n’ont pas intégré le plasmide PCGP. Le pourcentage d’induction du tissu embryogène après 4 à 5 jours de la transformation génétique a été de 83, 87, 94 pour cent respectivement pour Karim Tilila et Marzak. La sélection sur des milieux sélectifs montre qu’en présence de 1 mg/L du Basta, le pourcentage de survie est de 37, 25 et 8 pour cent respectivement pour Tilila, Marzak et Karim. Ces pourcentages diminuent à 9, 4 et 0 pour cent respectivement pour ces trois variétés sur un milieu contenant 3 mg/L de Basta. Les plantes transformées des variétés Tilila et Marzak sont saines et montrent un aspect d’apparence normale.

L’identification de l’Agrobacterium peut se faire soit par les méthodes classiques à savoir les caractères biochimiques, sérologiques et le test du pouvoir pathogène sur plantes indicatrices. L’utilisation de la chromatographie en phase gazeuse est une méthode récente qui date des années 1990. Elle a été utilisée au Maroc pour la caractérisation des Agrobacterium isolés à partir des sols, tumeurs et plantes de pépinières sans symptômes. Une collection a donc été réalisée en utilisant des milieux spécifiques englobant 35 souches de la collection du laboratoire de phytobactériologie, 7 souches de référence isolées d’Allemagne, France et Grèce, 19 souches récentes isolées de tumeurs de pommier et pêcher, et 23 souches isolées de plants de pépinières sans symptômes à partir du pommier, pêcher, prunier, abricotier, amandier et rosier, et à partir des sols d’amandier et abricotier. Le chromatographe, acquis dans le cadre de la GTZ, est programmé et étalonné pour identifier les Agrobacterium suivant des profils étalons du biovar 1, 2 et 3. La méthode permet d’identifier 82 échantillons à la fois en une nuit. Elle a permis d’identifier les Agrobacterium de collection de référence et ceux isolés à partir des plants sans symptômes. C’est une technique fiable et répétitive. Cependant, elle ne permet pas de distinguer les Agrobacterium pathogènes de ceux non pathogènes. Le passage par les inoculations de plantes indicatrices est obligatoire. Cette technique est très valable dans un programme d’amélioration variétale pour le dépistage des Agrobacterium. D’autres techniques d’accompagnement tel que le dépistage par les techniques de biologie moléculaire à savoir l’identification des pTi des Agrobacterium pourrait être complémentaire. Ce travail retrace l’itinéraire technique et la méthodologie à suivre pour l’identification des Agrobacterium.

Les souches bactériennes d’Agrobacterium, agent du crown-gall, issues de tumeurs de rosacées fruitières et du rosier ont été isolées, en comparaison avec des milieux spécifiques des biovars 1 et 2 classiques et du milieu Malonate/Glutamate additionné de téllurite. Les résultats obtenus s’avèrent intéressants pour ces milieux. Mieux encore, la préparation du MG+tellurite est plus facile et les colonies d’Agrobacterium sont reconnaissables à leurs caractères morphologiques de couleur noir. Il permet aussi l’isolement des Agrobacterium des deux biovars. L’identification biochimique des Agrobacterium nécessite habituellement plusieurs tests. Le présent travail vise à simplifier le nombre des tests sans modifier la nomenclature de cet agent bactérien. Il a été réalisé dans le cadre du projet INCO-CG financé par l’union Européenne. Ce travail a été conduit sur une collection de 305 souches d’Agrobacterium isolées de différentes rosacées fruitières et rosier au Maroc en utilisant 3 tests (au lieu de 10) à savoir l’ Uréase et aesculine, pour identifier les Agrobacterium, et le 3-Cétolactose pour distinguer les biovars 1 et 2. Les résultats confirment ceux de Mougel et al. (17) et Nesme (18) du Laboratoire d’écologie microbienne de l’Université Claude Bernard de Lyon.

Trente et une souches d’Agrobacterium sp., dont 13 du biovar 1 et 22 du biovar 2, ont été testées in vitro pour leur sensibilité à la bacteriocine produite par la souche non pathogène du biovar 2, l’Agrobacterium radiobacter var. radiobacter, souche 84 de Kerr: Le test de sensibilité est réalisé à 3 températures: 20?C, 26?C et 30?C, et 3 temps: 24 heures, 48 heures et 72 heures d’incubation de la souche K84. Les souches du biovar 1 (90 pour cent) se sont montrées plus sensibles que celles du biovar 2 (45 pour cent) à la K84. Le plus grand nombre de souches sensibles est obtenu à 26?C après 48 heures ou 72 heures d’incubation de la souches 84 de Kerr. Les conclusions sur 24 heures ne sont pas fiables. Le résultat est très important à prendre en considération pour décider de la lutte biologique en plein champ.

Etude sur la caracterisation et le controle du pouvoir pathogene de 103 isolats d’agrobacterium a partir d’une synthese de differents tests. Les resultats montrent que les tumeurs a crown-gall de l’amandier, du prunier et du pecher de la region de meknes (maroc) contiennent des agrobacterium pathogenes ou non pathogenes; le biovar 2 (26 souches dont 14 pathogenes) s’y trouve plus frequement que le biovar 1 (14 souches dont 8 pathogenes).